摘要
背景：化疗(CT)、放疗(RT)和放化疗(CRT)能够改变肿瘤免疫微环境(TIME)的组成。了解这些模式对TIME的影响可以帮助改进治疗策略的发展。我们的目的是系统回顾CT、RT或CRT对不同TIME标记的影响的研究。
方法：检索EMBASE(Ovid)和PubMed数据库直到年1月，以调查接受CT、RT或CRT治疗的肿瘤患者(pts)在TIME的动态变化，有或没有靶向药物。研究既可以比较基线标本和随访标本(治疗前后)，也可以比较治疗组和未治疗组。如果使用免疫组织化学和/或流式细胞术来评估TIME，则纳入研究。
结果：我们总共纳入了项研究(n=名患者)，其中89项(n=名患者)比较了治疗前和治疗后的标本，25项(n=名患者)比较了治疗组和未治疗组(4项研究均进行了比较)。用于几种肿瘤类型(其中;乳腺癌、宫颈癌、食管、卵巢、直肠、肺间皮瘤和胰腺癌)重建的TIME观察,导致潜在的免疫微环境更活跃,包括一个或多个以下:提高CD3或CD8淋巴细胞,减少FOXP3亚群和PD-L1增加压力。CT和CRT均能改变TIME。
结论：在常规治疗后，几种肿瘤类型的TIME显著改变，为并行或序贯免疫治疗创造了机会。
引言
免疫疗法已成为多种癌症的一种有前途的治疗选择。[1]临床常用的是靶向TIME内免疫检查点的抗体。[2]例如，这些抗体是针对靶点开发的;程序性细胞死亡蛋白1(PD-1)，程序性死亡配体1(PD-L1)或细胞*性t淋巴细胞相关蛋白4(CTLA-4)，参与肿瘤特异性免疫系统逃逸。在上述检查点被封锁后，传递给活化t细胞的抑制信号被阻断，并可导致(细胞*)t细胞的重新激活。[2]这些药物的缺点之一是肿瘤类型内和之间治疗反应的异质性。[3]这可以部分地解释为TIME的异质性。调节TIME可能会增加免疫治疗的疗效。
最近，Binnewies等人将同一TIME内的表型差异分为三大类。[4]浸润性外包涵型的特征是肿瘤外围存在细胞*性淋巴细胞和肿瘤相关巨噬细胞(TAMs)，而肿瘤中心不存在。这些肿瘤很可能是免疫上的“感冒”，缺乏有效的免疫反应。[4,5]这种亚型可以在结直肠癌、黑色素瘤和胰管腺癌中发现。浸润性炎症亚型以细胞*性淋巴细胞的侵袭和PD-1、PD-L1、IFNy和颗粒酶B的表达为特征。这些肿瘤在免疫学上是“热”的，例如，可以在微卫星不稳定的结直肠癌或其他缺乏DNA错配修复的肿瘤类型中发现。[4,5]三级淋巴样结构(TLS)亚型的特征是淋巴样聚集物中存在T细胞、B细胞和树突状细胞沿肿瘤间质或侵袭性边缘。然而，这种亚型也可以包含调节性T细胞(treg)，可能会抑制免疫反应。[4]浸润性炎症亚型被认为是免疫治疗最有效的肿瘤。提高对其他亚型肿瘤免疫治疗反应性的策略可能包括耗尽TAMs/treg、诱导CD8T细胞进入肿瘤或上调免疫检查点。[4,5]体外和体内数据显示，这些TIME的改变可能通过化疗(CT)、放疗(RT)和/或靶向药物实现。[6-8]
基于可以调节TIME来提高免疫治疗效果的假设，许多临床试验已经发展起来，将不同的化疗(放疗)或靶向药物与检查点抑制剂结合。[8]其中一些试验是基于强有力的体外和体内证据，证明联合治疗可能对特定类型的肿瘤协同工作。然而，一些研究将这些药物结合在一起，并没有充分的证据表明预期增加疗效的协同作用。我们的目的是调查常用的CT、RT或放化疗(CRT)方案有或没有针对不同癌症类型在TIME上靶向治疗的影响。我们对癌症患者进行了系统的回顾，比较治疗前后的当地时间，或比较治疗组与未治疗组的研究。我们的发现可能提供了一个理论基础，有效地结合常规治疗和基于肿瘤类型特异性和治疗特异性TIME调节的免疫治疗。
方法
搜索策略和学习选择
检索EMBASE(Ovid)和PubMed数据库，查找年1月29日之前发表的文献，研究常规治疗对不同时间标记的癌症患者的影响。除了数据库检索外，还对列入的研究和审查的参考书目进行了手工筛选。搜索策略包括癌症、CT、RT、CRT和免疫系统的控制词汇(即MeSH)和自由文本词汇。包括关键词来搜索特定的免疫细胞或检查点(如CD8,CD4,PD-L1)，肿瘤浸润淋巴细胞和时间(完整搜索策略见补充方法)。该系统回顾符合PRISMA指南。[9]
纳入描述肿瘤患者当地时间的前瞻性或回顾性分析结果的英文全文文章。这些研究可以根据苏木精伊红(HE)或免疫组化(IHC)染色(如CD8、PD-L1)对石蜡包埋的肿瘤样本进行病理分析或对消化后的肿瘤样本进行流式细胞术分析。研究包括比较序贯肿瘤标本或治疗组与未治疗组标本。对癌症类型和肿瘤位置没有限制。然而，必须对同一部位(原发与原发或转移与转移)进行比较。治疗方法包括CT、RT或CRT，不受细胞*素类型的限制。只有结合CT、RT或CRT对靶向治疗效果的研究才纳入。只有明确说明与治疗前或未治疗队列标本的差异(增加、稳定或减少，p值是否具有统计学意义)的报告才纳入。仅对外周血单个核细胞进行流式细胞术检测的文章被排除在外。
数据提取与分析
对于几种细胞类型，我们从研究报告中提取数据，包括:HE载玻片上的肿瘤浸润淋巴细胞(TILs)、CD3+淋巴细胞、CD4+t细胞、CD8+t细胞、FOXP3+Tregs、CD68+巨噬细胞、CD56/57+自然杀伤细胞和CD20+b细胞。我们还评估了几个免疫检查点(PD-1,PD-L1和CTLA-4)的表达。对染色方法、单个玻片的单、双或多重染色或组织芯片(TMA)、计数方法(手工或数字计数)或每个标记物的抗体类型均无限制。从研究报告中提取细胞计数(一个或多个高能量场或密度/mm2的中位数/平均值)或表达强度。如果条件允许，分别提取瘤周/瘤内或上皮内/间质淋巴细胞计数。PD-L1在报道时分别提取肿瘤细胞或免疫细胞上的表达。在α≤0.05时，评估治疗前后标本或治疗组与未治疗组之间差异的P值被认为具有统计学意义。在案例研究中，没有报告治疗前或未治疗组与治疗后的值，而只写下(无变化)或相对变化为(0%)，我们将其报告为“无变化”。研究的规模根据研究的样本量来定义(小型研究例)。基于治疗前或未治疗组与治疗后组的delta，计算了CD8、FOXP3和PD-L1的样本量加权中位数差异，以评估常规治疗对不同肿瘤类型的影响。分析中各研究的相对影响按患者人数加权。
结果
研究特点
总共从EMBASE(Ovid)和PubMed数据库检索了篇独特的参考文献，并筛选了评论的参考文献列表在TIME上。根据我们的入选标准，篇文章，例患者提供了CRT对时间的影响信息(见图1)。对于PRISMA流程图)。[10-]总共有89篇文章(N=例患者)根据肿瘤样本在治疗前后对一个或多个TIME参数进行了比较。[10-96,,]25篇文章(N=2.例患者)比较了治疗和未治疗患者肿瘤样本的TIME参数。[33,67,71,76,97-]在这些文章中，有4篇比较了样本前/后以及治疗与未治疗的患者。[33,67,71,76]大部分文章为回顾性队列研究，基于治疗前活检和手术标本，探讨新辅助治疗对TIME的影响(研究特征的完整概述见表1)。
图1所示。纳入研究的PRISMA流程图。
缩写:TIME=肿瘤免疫微环境。
HE检测肿瘤浸润淋巴细胞(TILs)
总共有24篇文章比较了HE染色载玻片上治疗前后TILs的数量或密度。[10,12,13,16,18,21,23,27,31,35,39,41,44,47,48,53,61,80,81,84,88,89,92,93]在接受治疗和未接受治疗的患者之间，没有文章报道肿瘤免疫微环境中的TILs。在这24篇文章中(n=7/24报道有统计学意义的差异)，13篇报道间质或上皮细胞TILs增加(n=5/13有统计学意义)，11篇降低(n=2/11有统计学意义)。
有报道称以下肿瘤类型显著增加:基于蒽环类/紫杉烷类新辅助化疗(nCT)的乳腺癌(n=3)[10,16,18]，基于卡铂/紫杉醇类新辅助化疗(n=1)[39]的卵巢癌(n=1)，以及直肠癌的新辅助放疗(n=1)[84]。然而，两篇关于基于蒽环类/紫杉烷类的nCT治疗乳腺癌的文章也指出了显著的减少。[92]
免疫组化检测CD3+淋巴细胞
总共有23篇报道CD3免疫组化染色的文章，16篇比较了治疗前和治疗后的标本，7篇比较了治疗组和未治疗组。.[13,20,22,33,34,37,38,46,51,55,68,74,77,82,95,96,98,,,,,]在16个比较顺序样本的研究中(n=8/16报告有统计学差异)，10个报告有增加(n=7/10显著)，5个报告有减少(1/5显著)，1个没有变化。七项研究比较两组(n=4/7显著)，三项研究发现治疗组的剂量较高(n=2/3显著)，三项较低(n=2/3显著)，一项无变化。
根据匹配的顺序获得的肿瘤标本，在以下肿瘤类型中检测到显著增加:基于氟嘧啶的nCRT或nRT治疗的直肠癌(n=3)[20,38,82]，胃癌(T2肿瘤)用卡铂/紫杉醇基nCRT治疗(n=1)，卵巢癌用卡铂/紫杉醇为基础的nCT(n=1)[37]，胶质母细胞瘤用替莫唑胺和RT辅助治疗(n=1)[74]，胸膜间皮瘤采用铂/培美曲塞为基础的nCT治疗(n=1)。[77]在5-FU/顺铂为基础的nCRT治疗口腔鳞状细胞癌后，观察到显著下降(n=1)。有文章报道了治疗组(与未治疗组)之间的差异，发现以下肿瘤类型的治疗组中CD3+细胞数量显著增加:卡铂/紫杉醇治疗的非小细胞肺癌(n=1)[]，和结肠直肠癌肝转移经FOLFOX+西妥昔单抗预处理(n=1)。[]治疗组中CD3+细胞的数量明显减少:直肠癌用基于氟嘧啶的nCRT治疗(n=1)[33]，食管癌用基于5-FU/顺铂的nCRT预处理(n=1)[]。
免疫组化评价CD4+淋巴细胞
在25篇关于CD4IHC染色的文章中，16篇比较了治疗前和治疗后的标本，9篇比较了治疗组和未治疗组。[13,22,31,34,37,38,48,51,61,73,75,77,85,90,95,96,98,,,,,,-]在16个比较序性样本的研究中(n=9/16报告有9个差异具有统计学意义)，9个报告治疗后增加(n=5/9显著)，7个报告减少(n=4/7显著)。在九个比较两个队列(n=4/9，具有统计学意义)的研究中，有五个报告了治疗队列中较高的数字(n=4/5，具有统计学意义)，四个报告了较低的数量。
根据连续的标本，以下肿瘤类型在治疗后显著增加:以氟嘧啶为基础的nCRT治疗的直肠癌(n=2)[75,90]，以卡铂/紫杉醇为基础的nCT治疗卵巢癌(n=1)，胃癌(T2肿瘤)采用以卡铂/紫杉醇为基础的nCRT(n=1)[22]和肉瘤采用nCRT或nRT(n=1)。[51]据报道，乳腺癌患者使用基于蒽环类/紫杉类的nCT(n=2篇文章)[34,48]，宫颈癌放疗(n=1文章)[85]，口腔鳞癌放疗(n=1)以5-FU/顺铂为基础的nCRT。根据两组治疗组(与未治疗组)的比较，治疗组在以下肿瘤类型中显著增加：基于吉西他滨/S-1的nCRT预处理胰腺癌(n=2)[,]，FOLFOX治疗的胃癌(n=1)[]，卡铂/紫杉醇治疗的非小细胞肺癌(n=1)[]。
免疫组化评价CD8+淋巴细胞
有60篇文章报道了CD8IHC染色，44篇比较了治疗前和治疗后的肿瘤标本，16篇比较了治疗组和未治疗组。[13,14,17,20,24,28,29,31-34,37,38,40-42,45,48,51,54-56,60,61,63-65,67-69,71,73-77,82,83,85,90,91,94-98,-,,,,,-,]在44个比较顺序肿瘤样本的研究中(n=21/44报告有统计学意义的差异)，35个报告了CD8染色增加(n=18/35报告有统计学意义)，6例a下降(n=3/6，有统计学意义)，3例无明显变化。在16项比较两个不同队列的研究中(n=8/16报告有统计学差异)，8项研究发现CD8+细胞在治疗队列中较多(n=6/8，有统计学意义)，6项研究发现较少(n=2/6，有统计学意义)，2项研究中无差异。基于肿瘤类型和治疗的CD8动态概况见图2。在接受CT或CRT治疗后，观察到多种肿瘤类型的CD8浸润增加。
根据匹配的序贯肿瘤标本，以下肿瘤类型显著增加：以氟嘧啶为基础的nCRT或nRT预处理直肠癌(n=8篇文章)[20,33,40,45,71,75,82,90]，以蒽环类/紫杉类为基础的nCT预处理乳腺癌(n=3篇文章)[17,34,91]，基于卡铂/紫杉醇的nCT预处理卵巢癌(n=2篇章)[37,73]，以多西紫杉醇、铂和氟尿嘧啶为基础的nCT预处理的头颈部鳞状细胞癌[54]，以铂/培美曲塞为基础的nCT预处理胸膜间皮瘤(n=1)[77]，食管癌nCRT预处理[32](n=1)，胶质母细胞瘤辅助治疗替莫唑胺/放疗(n=1)[74]，结直肠癌肝转移预处理FOLFOX+西妥昔单抗(n=1)[76]。
根据序贯标本观察到以下肿瘤类型的减少：鼻咽癌放疗或放疗[14](n=1)，口腔鳞状细胞癌放疗5-FU/顺铂治疗(n=1)[96]，宫颈癌放疗(n=1)[85]。通过两组不同队列(治疗组与未治疗组)的比较，发现以下肿瘤类型显著增加:以UFT为基础的nCRT预处理的直肠癌(n=1)[71]，以吉西他滨/S-1为基础的nCRT治疗胰腺癌(n=2)，结肠直肠癌肝转移术前FOLFOX+西妥昔单抗治疗(n=2)[76,]，胃癌术前FOLFOX治疗(n=1)。[]治疗组(与未治疗组相比)显著减少:直肠癌用5-FU为基础的nCRT治疗(n=1)[33]，食管癌用5-FU/顺铂为基础的nCRT治疗(n=1)。[]
图2。常规治疗后不同肿瘤类型的CD8和FOXP3的动态变化。
根据治疗前/未治疗样本与治疗后样本的比较，计算每种肿瘤类型的密度或表达的相对变化(红色为CD8，蓝色为FOXP3)。浸润类型按不同形状(正方形、三角形或圆形)表示n，符号大小表示每个研究中患者的数量(小数字表示小研究，大数字表示大研究，?=24例)。这些研究水平排列，并根据肿瘤类型和治疗方式(化疗或放化疗)进行分组。有统计学意义的水平用星号表示(*p0.05，**p0.01，***p0.)。由于放疗的研究很少，这些研究被归为放化疗。根据所有研究计算样本量加权中位数差异。CD8表达平均增加24.6%，FOXP3+细胞减少25.2%(虚线:红色代表CD8，蓝色代表FOXP3)。缩写:AOC=晚期卵巢癌;BCC=基底细胞癌;CRC=结直肠癌;Cx=宫颈癌;EAC=食管腺癌;ESC=食管鳞状细胞癌;GB=多形性成胶质细胞瘤;GC=胃癌;HNS=头颈部鳞状细胞癌;Nlx=非小细胞肺癌;PDAC=胰腺导管腺癌;PM=胸膜间皮瘤;SC=肉瘤。
免疫组化评价FOXP3+淋巴细胞(Treg)
总共有36项研究报告了FOXP3免疫组化染色，26项比较了治疗前和治疗后的组织，10项研究是治疗组和未治疗组。[11,13,17,28,29,31,34,37,41,42,48,51,54-56,60,61,64,68,71,73,75,76,78,83,85,96,,,,,,,-]在26项比较顺序获得的肿瘤标本的研究中(8/26报告有统计学差异)，18项观察到治疗后下降(8/18有统计学差异)，6项增加，2项无变化。在10个比较治疗组和未治疗组的研究中(4/10报告有统计学意义的差异)，8个观察到较低的数字(4/8有统计学意义)，一个数字较高，一个没有变化。基于肿瘤类型和治疗的FOXP3动力学概述见图2。在接受CT或CRT治疗后，几种类型的肿瘤都观察到FOXP3+t细胞减少。
根据序贯活检，以下肿瘤类型显著减少:使用基于蒽环类/紫杉类的nCT治疗乳腺癌(n=4文章)[17,48,55,60]，紫杉醇/顺铂治疗宫颈癌(n=1文章)，卡铂/紫杉醇治疗卵巢癌(n=1文章)，以氟嘧啶为基础的nCRT治疗口腔鳞状细胞癌(n=1文章)[96]和直肠癌用氟嘧啶为基础的nCRT治疗(n=1文章)[56]。
在比较两组不同的肿瘤类型(治疗组与未治疗组)后，检测到FOXP3+细胞数量显著减少:食管癌用5-FU/顺铂为基础的nCRT预处理(n=2)[,];FOLFOX预处理的胃癌(n=1)[]和基于氟嘧啶的nCRT预处理的胰腺癌(n=1)[]。
免疫组化检测PD-L1表达
总共有48项研究报告了肿瘤和/或免疫细胞的PD-L1免疫组化染色，41项研究比较了治疗前和治疗后的组织，7项研究比较了治疗组和未治疗组。[14,15,25,26,28,30-32,35-37,39,40,42,43,49-51,54,57,58,61-63,65-69,72,74-77,79,87-91,97,99,,,,,,]在41篇比较顺序获得标本的研究中(n=18/41报道有显著差异)，25篇报道PD-L1表达增加(n=12/25显著)，8篇报道下降(n=6/8显著)，5篇动态变化，3篇无变化。在7个比较两个不同队列(n=3/7显著)的研究中，5个报告了治疗组的高表达(n=3/5显著)，2个无相关变化。基于肿瘤类型和治疗的PD-L1动力学概述见图3。在接受CT或CRT治疗后，PD-L1阳性肿瘤患者的数量均有所增加，肿瘤细胞或免疫细胞表达水平均较高。
根据序贯标本的评估，以下肿瘤类型的表达显著增加：以氟嘧啶为基础的nCRT治疗直肠癌(n=3)，以卡铂/紫杉醇为基础的nCT治疗卵巢癌(n=2)[28,39]，nCRT治疗食管鳞癌和腺癌(n=2)[32,50]，头颈部鳞状细胞癌采用多西他赛、铂和氟尿嘧啶为基础的nCT或顺铂为基础的治疗(n=2)[54,]，非小细胞肺癌用铂基nCT治疗(n=1)[79]，胸膜间皮瘤用铂基/倍美曲塞nCT治疗(n=1)[77]，胸腺癌用铂基/蒽环类CT或CRT治疗(n=1)。[43]根据序贯标本，PD-L1表达在以下肿瘤类型中下降:鼻咽癌放疗或放射治疗(n=1)[14]，以FOLFOX为基础的nCRT治疗直肠癌(n=1)[90],以长春瑞滨为基础的nCRT、紫杉醇、倍美曲塞或酪氨酸激酶抑制剂为基础的nCT治疗非小细胞肺癌(n=1)[72,]，FOLFOX/CAPOX治疗后发生胃癌转移(n=1)[66]，蒽环类/紫杉类序行nCT治疗后存在残留肿瘤的乳腺癌(n=1)[88]。
治疗组(与未治疗组相比)在以下肿瘤类型中PD-L1表达显著增加：基底细胞癌用CT或RT治疗(n=1)[97]，结直肠癌肝转移用FOLFOX为基础的nCT治疗(n=1)[76]，非小细胞肺癌用卡铂/紫杉醇治疗(n=1)[]。
图3。常规治疗后每种肿瘤类型的PD-L1动态。
每个肿瘤类型的密度或表达的相对变化基于治疗前/未治疗样本与治疗后样本的比较(红色的PD-L1)。根据不同的形状(正方形、菱形或圆形)显示表达类型，图形大小说明了每个研究中患者的数量(小的数字是小的研究，大的数字，大的研究，?=24个患者)。这些研究水平排列，并根据肿瘤类型和治疗方式(化疗或放化疗)进行分组。有统计学意义的水平用星号表示(*p0.05，**p0.01，***p0.)。由于放疗的研究很少，这些研究被归为放化疗。根据所有研究计算样本量加权中位数差异。PD-L1的表达平均增加了56.6%(红线虚线表示PD-L1)。缩写:AOC=晚期卵巢癌;BCC=基底细胞癌;EAC=食管腺癌;ESC=食管鳞状细胞癌;GB=多形性成胶质细胞瘤;GC=胃癌;HNS=头颈部鳞状细胞癌;Nlx=非小细胞肺癌;PM=胸膜间皮瘤;Rx=直肠癌;SC=肉瘤;Tx=胸腺癌。
免疫组化检测CD68+巨噬细胞
共有11项研究调查CD68染色，7项基于序贯标本，4项比较两个队列(治疗组与未治疗组)。[20,34,37,46,77,96,98,,,,]从调查序贯标本的7项研究中(n=4/7报告有显著差异)，3例报告增加(n=1/3显著)，4例报告减少(n=3/4显著)。四篇报道两组间差异的文章(n=2/4显著)，三篇报道较高的数字(n=2/3显著)，一篇报道较低的数字。
根据序贯标本，在接受基于氟嘧啶的nCRT或nRT治疗的直肠癌患者中发现显著增加(n=1)。[20]以蒽环类药物/紫杉类为基础的nCT治疗乳腺癌(n=2)[34,46]和以5FU/顺铂为基础的nCRT治疗口腔鳞状细胞癌(n=1)均出现下降[96]。
在接受nRT治疗的大肠癌患者中，研究人员发现接受nRT治疗的患者(与未接受治疗的患者相比)(n=1)[98]和食管癌用5-FU/顺铂为基础的nCRT治疗(n=1)[]显著增加。
其他IHC标记物(CD56/CD57,CD20,PD-1,CTLA-4)
6项研究对CD56或CD57进行了免疫组化染色(n=3个序贯标本，n=3个处理过的vs.未处理的)。[37,38,46,98,,]结直肠癌(n=2)、乳腺癌(n=1)和非小细胞肺癌(n=1)患者显著增加。6项研究采用序贯标本进行CD20染色(n=3/6显著性)，乳腺癌(n=1)和口腔鳞状细胞癌(n=1)治疗后显著降低。[20,34,37,74,77,96]观察到卵巢癌在nCT后显著增加(n=1)[37]。8项研究分析PD-1(n=7个序贯标本，n=1个处理与未处理)。[37,42,48,49,68,74,91,]在5项研究中观察到显著差异。卵巢癌(n=1篇文章)、乳腺癌(n=1篇文章)、非小细胞肺癌(n=1篇文章)和胶质母细胞瘤(n=1篇文章)患者治疗后均出现增加。在一项针对乳腺癌患者的研究中也发现了治疗后的减少。CTLA-4有四项研究基于序贯标本进行研究(n=2/4显著性)，在直肠癌中检测到治疗后显著升高(n=1)，在乳腺癌中检测到显著降低(n=1)[32,48,75,90]。
以FACS分析为特征的TILs
六项研究报道了用FACs分析TILs，四项研究比较了序批标本，两项研究比较了处理标本和未处理标本。一项关于卵巢癌的研究比较了以卡铂/紫杉醇为基础的nCT后治疗前和治疗后网膜内TILs，发现良好应答者的treg数量比不良应答者减少。另一项研究发现胃癌患者在接受基于雷莫芦单抗的化疗后，treg减少，CD8t细胞表达PD-1降低。以顺铂为基础的CRT治疗的局部晚期宫颈癌患者，在治疗第一周，Tregs(CD4+FOXP3+)、CD3、CD4和CD8同样下降，而在治疗第5周，CD4和CD8也随之升高。[19]治疗后第3周Ki67+CD8+t细胞增多，CD69+CD8+t细胞增多。在另一项研究中，在接受短期nRT治疗的直肠癌患者中，观察到CD45+细胞增加[20]。
在两项比较治疗(和未治疗)患者的研究中：一项研究发现，两组结肠直肠癌肝转移瘤黏膜相关不变t细胞的数量没有差异和另一项对残留肿瘤乳腺癌患者的研究发现，nCT治疗组骨髓细胞数量显著增加，CD8/CD4t细胞比例更高，颗粒酶B表达细胞更多[,]。
表1。纳入研究概述。
缩写:5-FU:5-氟尿嘧啶;AC:阿霉素和环磷酰胺;:Anth蒽环霉素;B:活检;BCC:基底细胞癌；BEV:贝伐单抗;CAR:卡铂;CAP:卡倍他滨;cyclo:环磷酰胺;CB:宫颈刷;Cis:顺铂;CRC:结直肠癌;CRS:细胞还原手术;CRT:化疗;CT:化疗;Cis:顺铂;CTX:西妥昔单抗;dST:双染色;DT:明确的治疗;DOX:阿霉素;DTX:多西他赛;dST:双染色;E:表柔比星；Eto:依托泊苷；FACS:荧光激活细胞分选;FEC:5-氟尿嘧啶、表柔比星、环磷酰胺;FOLFOX:5-氟尿嘧啶、亚叶酸钙、奥沙利铂;Flp:氟嘧啶;GBM:成胶质细胞瘤;GC:胃癌;GEM:吉西他滨;GrB:颗粒酶B;HE:苏木精伊红染色;IC:免疫细胞;IDS:间隔减压手术;Ifos:异环磷酰胺;IHC:免疫组织化学;IRI:伊立替康;It:瘤内的;Lap:拉帕替尼;LN:淋巴结;M:转移;MC:多色染色;MP:多重染色;MTX:甲氨蝶呤;Nab-pac:纳米白蛋白结合紫杉醇;N:新辅助;non-tr:不处理;No:数量;NR:没有报告;NSCLC:非小细胞肺癌;NVB:长春瑞滨;OX/Ox:奥沙利铂;P:原发肿瘤;pert:帕妥珠单抗;plat:铂剂;pre:治疗前;post:治疗后;pCR:病理完全应答;Pt:瘤旁;PMTX:培美曲塞;PTX:紫杉醇;QIF:定量免疫荧光;R:切除;RAM:雷莫芦单抗;R:反应者;RD:残留病;RT:放射治疗;S:手术;St:基质;Tax:紫杉类;TC:肿瘤细胞;TCR:t细胞受体;TKI:酪氨酸激酶抑制剂;Tmab:曲妥珠单抗;TMZ:替莫唑胺;tr:治疗;TILs:肿瘤浸润性淋巴细胞;Tn:肿瘤细胞巢;iTILs:上皮内肿瘤浸润淋巴细胞;sTILs:间质瘤浸润淋巴细胞;TMA,组织微阵列;UFT:喃氟啶/尿嘧啶;Vin:长春新碱;W:一周
讨论
基于我们系统回顾了篇文章，共例患者，我们发现在CT、RT或CRT治疗后，肿瘤免疫微环境发生了显著变化。对于几种类型的肿瘤，我们发现治疗后淋巴细胞浸润(特别是CD8t细胞)增加，FOXP3+treg减少，PD-L1表达升高。大概有几个因素对肿瘤免疫微环境的动力学有显著的影响，需要在解释数据时得到承认，包括:肿瘤类型、治疗方案及分析方法。在下面的段落中，我们将讨论有关这些因素的三个主要观点。
首先，在不同类型的肿瘤中，我们观察到CT、RT或CRT后肿瘤免疫微环境的变化。几种肿瘤治疗后CD3或CD8淋巴细胞相对增加，包括:乳腺癌，卵巢癌，直肠癌，肺癌，间皮瘤和胰腺癌。其他类型的肿瘤治疗后呈下降趋势，包括:口腔、鼻咽、食管鳞状细胞癌和宫颈癌。这些变化是否确实是肿瘤类型特异性的还是与特定的治疗方案相关的仍然是一个悬而未决的问题，因为在单一研究背景下使用相同治疗的肿瘤类型之间的比较还没有报道。然而，我们确实观察到相似治疗后肿瘤类型之间的交叉研究差异，例如:新辅助紫杉烷/铂双重化疗(在卵巢癌中CD8+t细胞增多，而在宫颈癌中CD8+t细胞比例保持稳定)[29,37]和铂基化疗(在胃癌中PD-L1表达降低，而在间皮瘤中PD-L1表达增加)。(66、77)
同一种肿瘤类型对同一治疗的不同反应也被观察到。在卵巢癌中，几个免疫组化标记物分层聚类后，观察到三种不同的新辅助CT反应。[37]有高基线或低基线浸润的肿瘤显示若干免疫标记增加，而没有浸润的肿瘤免疫标记保持稳定。最有可能的是，某些肿瘤亚型在常规细胞*素治疗后更容易发生炎症。因此，合理地将免疫治疗与CT、CRT或RT相结合应基于肿瘤的炎症倾向。基于我们对文献的回顾，我们已经确定了几种“热门”肿瘤类型，即:乳腺癌、卵巢癌、直肠癌、肺癌、间皮瘤、胰腺癌以及这些肿瘤的治疗结果可以通过序贯免疫治疗得到改善。
第二，CT和CRT作为一种治疗方案都可以改变时间。临床前和转化证据确实为CT/CRT改变肿瘤免疫微环境组成的能力提供了机制洞察力。最近，Heinhuis等人发表的一篇记叙性综述评价了CT的免疫原性的临床前数据。[8]大多数CT药物能够做到以下一种或多种:耗尽免疫抑制t细胞，增强树突状细胞抗原呈递，刺激t细胞，增强t细胞浸润。此外，放疗导致的癌细胞死亡可能导致新抗原的释放和破坏相关的分子模式，导致树突状细胞激活。[]STING通路似乎在树突状细胞活化中发挥重要作用，包括随后分泌I型干扰素介导抗肿瘤免疫反应。[,]树突状细胞可以激活附近淋巴结的细胞*性t细胞，然后导致t细胞迁移到时间。t细胞的这种迁移会根据特定的肿瘤类型和微环境，导致t细胞浸润到肿瘤中心或因纤维化或与巨噬细胞相互作用而被困在周围(图4)。
图4。常规治疗对肿瘤免疫微环境的影响。
癌细胞死亡(黑色)导致新抗原或损伤相关分子模式，可由树突状细胞(紫色)呈现给局部淋巴结的细胞*性t细胞(绿色)。t细胞被启动并开始从血管迁移到肿瘤免疫微环境。这可能导致以肿瘤核心的细胞*性淋巴细胞和PD-1/PD-L1表达为特征的免疫浸润性肿瘤或伴有外周血淋巴细胞浸润的肿瘤。由于与周围巨噬细胞的相互作用和肿瘤周围的纤维化，淋巴细胞不能穿透肿瘤。
缩写:APCs=抗原呈递细胞;CT=化疗;CRT=放化疗;DAMPs=损伤相关的分子模式;RT=放疗。
一个重要的问题是，某些治疗方案是否比其他的更具免疫原性。在我们的综述中，大多数CT研究使用的方案是基于铂或紫杉类化合物。CRT方案为氟嘧啶或铂基方案。我们无法区分不同治疗方案对时间的影响，因为大多数治疗方案都是肿瘤特异性的，并且具有相当的CT基础(铂基或烷基)。然而，当比较CT和CRT研究时，我们确实观察到特定肿瘤类型的差异。头颈部鳞状细胞癌患者在CT后CD8浸润显著增加，而在CRT后下降(图2)。[54,96]EAC则相反:接受CRT治疗的患者CD8浸润显著增加，而CT治疗后仅观察到少量减少(图2)。[32,]两项研究也比较了CT和CRT治疗患者的检查点表达。与CT治疗的患者相比，CRT治疗后ESCC患者的PD-L1表达更高(图3)，直肠癌患者的CTLA-4表达更高。[50,90]因此，尽管CT和CRT都能诱导一个更具免疫原性的肿瘤免疫微环境，但其特异性作用很可能是肿瘤和方式都依赖的。
第三，应该承认，分析方法可以对报告的结果有显著的影响。这包括比较类型(一个患者组的序贯样本或比较治疗与未治疗的患者)，取样方法(活检与切除标本)，抗体类型(特别是PD-L1)，手工或软件自动分析和染色方法(单染色或双染色，TMA或多重染色)。例如,对于非小细胞肺癌的研究比较nCT患者单纯手术切除标本,在基于自动分析的多重免疫荧光染色的病例中，与单纯手术组相比，nCT治疗组发现PD-L1+肿瘤细胞数量显著增加。[]相比之下，一项研究使用了从接受nCT治疗的非小细胞肺癌患者中依次获得的样本，根据单玻片染色发现，nCT后肿瘤细胞的PD-L1表达显著降低。[72]这两项研究使用相同的PD-L1E1L3N抗体，并使用基于紫杉醇、培美曲塞或铂组合的方案。染色方法(多重染色与单片染色)和比较(序贯活检与切除标本)可能都导致了这两项研究结果的差异。类似地，在直肠癌中，我们观察到序贯标本分析的患者或比较治疗组与未治疗组之间的差异。根据序批标本(活检vs.切除)发现nCRT后间质中CD8t细胞数量显著增加。[33]然而，在对比nCRT术后的切除标本和初次手术病例后，间质中CD8t细胞的数量明显减少。[33]一种解释可能是，由于肿瘤的异质性，活检总是相当肤浅，不能准确反映完整的肿瘤免疫微环境。最近的一项研究比较了活检和未接受治疗的胃癌患者切除标本，发现PD-L1+的符合率为64.4%，kappa系数为0.31。[]单次活检的符合率明显低于多次治疗前活检(48.8%vs.68.9%)。因此，在可能的情况下，最好进行多次活检，以获得肿瘤免疫微环境的准确表征。然而，即使这样，一致率可能仍然很低。一种更准确分析PDL1表达的无创方法可能是通过放射标记的抗pd-l1和SPECT-CT成像。[]在最近的一项研究中，这种成像技术被用于监测放射治疗诱导的免疫耐受小鼠模型中的PD-L1上调。[]SPECT-CT成像有可能更好地捕捉PD-L1肿瘤内异质性，并更好地捕捉治疗后肿瘤免疫微环境的特异性变化。
局限性
我们的工作有几个局限。首先，每篇文章中应用的方法的异质性阻碍了交叉研究的比较。这包括使用的抗体类型，在强电场场或使用自动化软件计数细胞，多重染色与单染色或双染色以及TMA的使用。在报道时，我们在研究综述中提到了具体的方法(表1)。此外，我们还分别分析了比较序批标本的研究以及比较治疗与未治疗病例的研究。其次，我们没有包括靶向药物单药治疗或其他类型的局部治疗(如射频消融)。然而，我们确实包括了靶向治疗与CT相结合的研究，因此可以包括大多数研究靶向治疗对肿瘤免疫微环境影响的研究。
结论
基于我们对化疗(放化疗)对肿瘤免疫微环境影响的系统回顾，我们观察到几种类型的肿瘤在CT、RT或CRT后出现了更免疫原性的微环境，包括:CD8+细胞*性t细胞的浸润，FOXP3+treg的减少和更高的PD-L1表达。但由于肿瘤类型、治疗方式和分析方法的不同，结果存在差异。因此，结合免疫治疗的策略应该根据特定的肿瘤类型和化疗/放疗的特点进行评估。未来对时间的研究应规范病理评估，加强交叉研究比较。
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